การผลิตเซรุ่มแก้พิษงูชนิดครอบจักรวาลต่องูพิษประสาท เซรุ่มแก้พิษงูครอบจักรวาล
Article Sidebar
Main Article Content
บทคัดย่อ
ประชากรโลกถูกงูพิษกัดตายปีละ 1.38 แสนคนและทุพลภาพ 4 แสนคน องค์การอนามัยโลกได้กำหนดให้ปัญหานี้เป็นโรคเขตร้อนที่ถูกละเลยที่จำเป็นต้องมีการผลิตเซรุ่มแก้พิษงูที่มีประสิทธิภาพสูง แต่การฉีดกระตุ้นม้าให้ผลิตเซรุ่มแก้พิษงูยัง ให้ผลต่ำ โดยเชื่อว่าเป็นเพราะสารพิษของงูพิษประสาทมีโมเลกุลเล็ก แต่การวิจัยพบว่าปัจจัยสำคัญคือใช้สารแอดจูแว้น (adjuvant) ที่ไร้ประสิทธิภาพในการฉีดกระตุ้น ส่วนสาร Freund adjuvant (FA) ที่มีประสิทธิภาพสูง กลับมีผลทำให้ม้าเป็นแผลและฝีจึงไม่ให้ใช้กัน ผู้วิจัยจึงนำวิธีการฉีดกระตุ้นแบบ Low dose, low volume multi-site ที่ใช้ FA แต่ใช้ปริมาณพิษงูต่ำ ในปริมาตรของสารที่ฉีดต่ำ จำนวน 20 จุดรอบคอ ปรากฏว่าม้าไม่เป็นแผลและผลิตเซรุ่มแก้พิษงูเดี่ยว ที่มีประสิทธิภาพสูงต่องูต่างๆได้ 7 ชนิด และผลิตเซรุ่มแก้พิษงูรวมได้ 2 ชนิด ชนิดแรก ต่องูพิษประสาท 4 ตัว ชนิดที่สองต่องูพิษโลหิต 3 ตัว ทำให้แพทย์รักษาผู้ป่วยได้โดยไม่ต้องรู้ชนิดของงูที่กัด ผู้วิจัยยังได้ทดสอบวิธีการฉีดกระตุ้นม้าด้วยสารพิษหลากหลาย (diverse toxin repertoire) ที่ได้จากงูพิษประสาทต่าง ๆ 12 ชนิดของเอเชีย เซรุ่มม้าที่ได้สามารถแก้พิษงูได้อย่างน้อย 36 ชนิดจาก 28 สปีชี่ส์ใน 10 ยีนัส ที่พบใน 20 ประเทศของ 4 ทวีป นับเป็นเซรุ่มแก้พิษงูที่มีฤทธิ์ข้ามกลุ่ม (cross-reaction) สูงสุดเท่าที่เคยมีรายงาน วิธีการนี้จึงนำมาผลิตเซรุ่มแก้พิษงูครอบจักรวาล ที่แก้พิษประสาทของงูทั่วโลกได้และจะรักษาชีวิตคนได้เป็นจำนวนมาก
Article Details
เอกสารอ้างอิง
2. WHO. World Health Organization. Snakebite Envenoming: A Strategy for Prevention and Control: Executive Summary. 2019; Geneva, World Health Organization.
3. Williams DJ, Faiz MA, Abela-Ridder B, Ainsworth S, Bulfone TC, Nickerson AD, et al. Strategy for a globally coordinated response to a priority neglected tropical disease: Snakebite envenoming. PLoS Negl Trop Dis. 2019;13(2):e0007059.
4. สำนักระบาดวิทยา กรมควบคุมโรค กระทรวงสาธารณสุข
5. Harrison RA, Hargreaves A, Wagstaff SC, Faragher B, Lalloo DG. Snake envenoming: a disease of poverty. PLoS Negl Trop Dis. 2009;3(12):e569.
6. Changeux JP. The TiPS lecture. The nicotinic acetylcholine receptor: an allosteric protein prototype of ligand-gated ion channels. Trends Pharmacol Sci. 1990;11(12):485-92.
7. Denson KW. Coagulant and anticoagulant action of snake venoms. Toxicon. 1969;7(1):5-11.
8. Kini RM, Doley R. Structure, function and evolution of three-finger toxins: mini proteins with multiple targets. Toxicon. 2010;56(6):855-67.
9. Atassi MZ, McDaniel CS, Manshouri T. Mapping by synthetic peptides of the binding sites for acetylcholine receptor on alpha-bungarotoxin. J Protein Chem. 1988;7(5):655-66.
10. Hati RN, Mandal M, Hati AK. Active immunization of rabbit with gamma irradiated Russell's viper venom toxoid. Toxicon. 1990;28(8):895-902.
11. Sunthornandh P, Matangkasombut P, Ratanabanangkoon K. Preparation, characterization and immunogenicity of various polymers and conjugates of elapid postsynaptic neurotoxins. Mol Immunol. 1992;29(4):501-10.
12. Sunthornandh P, Ratanabanangkoon K. A comparative study of three vehicles on antibody responses against elapid snake neurotoxin immunogens. Toxicon. 1994;32(5):561-71.
13. Pratanaphon R, Akesowan S, Khow O, Sriprapat S, Ratanabanangkoon K. Production of highly potent horse antivenom against the Thai cobra (Naja kaouthia). Vaccine. 1997;15(14):1523-8.
14. WHO. World Health Organization. Guidelines for the production, control and regulation of snake antivenom immunoglobulins. 2nd edition 2017; Geneva, World Health Organization.
15. Sriprapat S, Aeksowan S, Sapsutthipas S, Chotwiwatthanakun C, Suttijitpaisal P, Pratanaphon R, et al. The impact of a low dose, low volume, multi-site immunization on the production of therapeutic antivenoms in Thailand. Toxicon. 2003;41(1):57-64.
16. El-Kady EM, Ibrahim NM, Wahby AF. Assessment of the anti-Naja haje antibodies elicited in a low dose multi-site immunization protocol. Toxicon. 2009;54(4):450-9.
17. Milovanovic V, Dimitrijevic L, Petrusic V, Kadric J, Minic R, Zivkovic I. Application of the 3R concept in the production of European antiviperinum on horses – multisite, low volumes immunization protocol and elisa. Acta Vet. 2018 68(4):401–19.
18. Ratanabanangkoon K, A quest for a universal plasma-derived antivenom against all elapid neurotoxic snake venoms. Front Immunol. 2021; 12(1363)
19. Chotwiwatthanakun C, Pratanaphon R, Akesowan S, Sriprapat S, Ratanabanangkoon K. Production of potent polyvalent antivenom against three elapid venoms using a low dose, low volume, multi-site immunization protocol. Toxicon. 2001;39(10):1487-94.
20. Sapsutthipas S, Leong PK, Akesowan S, Pratanaphon R, Tan NH, Ratanabanangkoon K. Effective equine immunization protocol for production of potent poly-specific antisera against Calloselasma rhodostoma, Cryptelytrops albolabris and Daboia siamensis. PLoS Negl Trop Dis. 2015;9(3):e0003609.
21. Williams DJ, Gutiérrez JM, Calvete JJ, Wüster W, Ratanabanangkoon K, Paiva O, et al. Ending the drought: new strategies for improving the flow of affordable, effective antivenoms in Asia and Africa. J Proteomics. 2011;74(9):1735-67.
22. Ratanabanangkoon K, Tan KY, Eursakun S, Tan CH, Simsiriwong P, Pamornsakda T, et al. A Simple and Novel Strategy for the Production of a Pan-specific Antiserum against Elapid Snakes of Asia. PLoS Negl Trop Dis.2016;10(4):e0004565.
23. Ratanabanangkoon K, Tan KY, Pruksaphon K, Klinpayom C, Gutiérrez JM, Quraishi NH, et al. A pan-specific antiserum produced by a novel immunization strategy shows a high spectrum of neutralization against neurotoxic snake venoms. Sci Rep. 2020;10(1):11261.
