การศึกษาฤทธิ์ปกป้องเซลล์ประสาทของสารสกัดมะกอกนheต่อการตายของเซลล์จากไฮโดรเจนเปอร์ออกไซด์และกลูตาเมตในเซลล์ประสาท เพาะเลี้ยง mouse neuroblastoma
คำสำคัญ:
Makok-nam, Elaeocarpus sp., hydrogen peroxide-induced cell death, glutamate-induced cell death, mouse neuroblastoma cells, N1E-115 cellsบทคัดย่อ
พืชสมุนไพรมะกอกน้ำประกอบด้วยสารกลุ่มโพลีฟีนอล มีคุณสมบัติในการต้านออกซิเดชัน (oxidation) และอาจจะใช้ในการบรรเทาภาวะเครียดจากออกซิเดชันที่ทำให้เกิดกระบวนการเสื่อมของเซลล์ประสาทได้ การศึกษานี้เพื่อทดสอบฤทธิ์ปกป้องเซลล์ประสาทของสารสกัดด้วยเอทานอลจากเปลือกต้น (EHB) และเนื้อไม้ (EHW) ของมะกอกน้ำต่อความเป็นพิษจากไฮโดรเจนเปอร์ออกไซด์และกลูตาเมตในเซลล์ประสาทเพาะเลี้ยง mouse neuroblastoma N1E - 115 พบว่า การสัมผัสร่วม (co-exposure) ระหว่างสารสกัด EHB หรือ EHW และ glutamate เป็นเวลา 24 ชั่วโมง อาจมีผลปกป้องการตายของเซลล์เพาะเลี้ยง N1E - 115 จาก กลูตาเมต ขณะที่สารสกัดทั้ง 2 ชนิดไม่แสดงผลปกป้องการตายของเซลล์จากไฮโดรเจนเปอร์ออกไซด์ การศึกษานี้ยังแสดงกลไกการออกฤทธิ์ปกป้องเซลล์ประสาทของสารสกัดมะกอกน้ำว่าไม่น่าจะเกี่ยวข้องกับวิถี Mitogenactivated protein kinase (MAPK) และวิถี Phosphatidylinositol 3-kinase (PI3K) ดังนั้น กลไกที่แน่นอนในการออกฤทธิ์ปกป้องเซลล์ประสาทของสารสกัดมะกอกน้ำยังไม่เป็นที่แน่ชัด จึงควรศึกษาวิจัยเพื่อขยายผลต่อไป
References
สุนทรี สิงหบุตรา, บรรณาธิการ. สรรพคุณสมุนไพร 200 ชนิด. กรุงเทพฯ: โอ.เอส.พริ้นติ้ง เฮ้าส์; 2536.
Ruangchakpet A, Sajjaanantakul T. Effect of spanish plum (Elaeocarpus hygrophilus Kurz.) maturity on total phenolics, flavonoids and antioxidant activity. Agricultural Sci J 2007; 5(Suppl.): 127-30.
Piao MJ, Kang KA, Zhang R, Ko DO, Wang ZH, Lee KH, et al. Antioxidant properties of 1, 2, 3, 4, 6-penta-O-galloyl-b-D-glucose from Elaeocarpus sylvestris var. Ellipticus. Food Chem 2009; 115 : 412-8.
Fang X, Phoebe CH Jr, Pezzuto JM, Fong HHS, Farnsworth NR, Yellin B, et al. Plant anticancer agents, XXXIV. Cucurbitacins from Elaeocarpus dolichostylus. J Nat Prod 1984; 47(6): 988-93.
Ito A, Chai H-B, Lee D, Kardono LB, Riswan S, Farnsworth NR, et al. Ellagic acid derivatives and cytotoxic cucurbitacins from Elaeocarpus mastersii. Phytochemistry 2002; 61(2): 171-4.
Elkhateeb A, Subeki, Takahashi K, Matsuura H, Yamasaki M, Yamato O, et al. Anti-babesial ellagic acid rhamnosides from the bark of Elaeocarpus parvifolius. Phytochemistry 2005; 66(21): 2577-80.
Nguyen-Pouplin J, Tran H, Tran H, Phan TA, Dolecek C, Farrar J, et al. Antimalarial and cytotoxic activities of ethnopharmacologically selected medicinal plants from South Vietnam. J Ethnopharmacol 2007; 109(3): 417-27.
Sayre LM, Perry G, Smith MA. Oxidative stress and neurotoxicity. Chem Res Toxicol 2008; 21: 172-88.
Khandhar SM, Marks WJ. Epidemiology of Parkinson’s disease. Dis Mon 2007; 53(4): 200-5.
Sanders S, Morano C. Alzheimer’s disease and related dementias. J Gerontol Soc Work 2008; 50 (Suppl. 1): 191-214.
Teepker M, Anthes N, Fischer S, Krieg JC, Vedder H. Effects of oxidative challenge and calcium on ATP-levels in neuronal cells. Neurotoxicology 2007; 28: 19-26.
Conn PJ. Physiological roles and therapeutic potential of metabotropic glutamate receptors. Ann N Y Acad Sci 2003; 1003: 12-21.
Bleich S, Romer K, Wiltfang J, Kornhuber J. Glutamate and the glutamate receptor system: a target for drug action. Int J Geriatr Psychiatry 2003; 18 (Suppl. 1): S33–40.
Choi DW, Rothman SM. The role of glutamate neurotoxicity in hypoxic-ischemic neuronal death. Annu Rev Neurosci 1990; 13: 171-82.
Ankarcrona M, Dypbukt JM, Orrenius S, Nicotera P. Calcineurin and mitochondrial function in glutamate-induced neuronal cell death. FEBS Lett 1996; 394(3): 321-4.
Dawson VL, Kizushi VM, Huang PL, Snyder SH, Dawson TM. Resistance to neurotoxicity in cortical cultures from neuronal nitric oxide synthase-deficient mice. J Neurosci 1996; 16(8): 2479-87.
Urushitani M, Nakamizo T, Inoue R, Sawada H, Kihara T, Honda K, et al. N-methyl-D-aspartate receptor-mediated mitochondrial Ca(2+)overload in acute excitotoxic motor neuron death: a mechanism distinct from chronic neurotoxicity after Ca(2+) influx. J Neurosci Res 2001; 63(5): 377-87.
Junttila MR, Li SP, Westermarck J. Phosphatase-mediated crosstalk between MAPK signaling pathways in the regulation of cell survival. FASEB J 2008; 22(4): 954-65.
Gerits N, Kostenko S, Shiryaev A, Johannessen M, Moens U. Relations between the mitogen-activated protein kinase and the cAMP-dependent protein kinase pathways: comradeship and hostility. Cell Signal 2008; 20(9): 1592-607.
Pearson G, Robinson F, Gibson TB, Xu BE, Karandikar M, Berman K, et al. Mitogen-activated protein (MAP) kinase pathways: regulation and physiological functions. Endocr Rev 2001; 22(2): 153-83.
Backer CA, Bakhuizen van den Brink Jr RC. Flora of Java. Vol. 1. Groningen, The Netherlands: N.V.P. Noordhoff; 1968. p. 648.
Phengklai C. Elaeocarpaceae. In: Flora of Thailand. Vol. 2 Part 4. Bangkok: The Tistr Press Co. Ltd.; 1981. p. 405-38.
Amano T, Richelson E, Nirenberg M. Neurotransmitter synthesis by neuroblastoma clones. Proc Natl Acad Sci USA 1972; 69: 258-63.
Kimhi Y, Palfrey C, Spector I, Barak Y, Littauer UZ. Maturation of neuroblastoma cells in the presence of dimethylsulfoxide. Proc Natl Acad Sci USA 1976; 73(2): 462-6.
Mosmann T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods 1983; 65(1-2): 55-63.
Kong PJ, Kim YM, Lee HJ, Kim SS, Yoo ES, Chun WJ. Neuroprotective effects of methanol extracts of Jeju native plants on hydrogen peroxide-induced cytotoxicity in SH-SY5Y human neuroblastoma cells. Korean J Physiol Pharmacol 2007; 11: 171-4.
Zhang J, Melton LD, Adaim A, Skinner MA. Cytoprotective effects of polyphenolics on H2O2-induced cell death in SH-SY5Y cells in relation to their antioxidant activities. Eur Food Res Technol 2008; 228: 123-31.
Johnson JW, Ascher P. Glycine potentiates the NMDA response in cultured mouse brain neurons. Nature 1987; 325: 529-31.
Danysz W, Parsons CG. Glycine and N-methyl-D-aspartate receptors: physiological significance and possible therapeutic applications. Pharmacol Rev 1998; 50(4): 597-664.
Schelman WR, Andres RD, Sipe KJ, Kang E, Weyhenmeyer JA. Glutamate mediates cell death and increases the Bax to Bcl-2 ratio in a differentiated neuronal cell line. Brain Res Mol Brain Res 2004; 128(2): 160-9.
Zhang YM, Bhavnani BR. Glutamate-induced apoptosis in primary cortical neurons is inhibited by equine estrogens via down-regulation of caspase-3 and prevention of mitochondrial cytochrome c release. BMC Neurosci 2005; 6:13-35.
Kogo J, Takeba Y, Kumai T, Kitaoka Y, Matsumoto N, Ueno S, et al. Involvement of TNF-α in glutamate-induced apoptosis in a differentiated neuronal cell line. Brain Res 2006; 1122: 201-8.
Perovic S., Pialoglou P, Schroder HC, Pergande G, Muller WE. Flupirtine increases the levels of glutathione and Bc1-2 in hNT (human Ntera/D1) neurons: mode of action of the drug-mediated anti-apoptotic effect. Eur J Pharmacol 1996; 317: 157-64.
Figiel I, Kaczmarek L. Cellular and molecular correlates of glutamate-evoked neuronal programmed cell death in the in vitro cultures of rat hippocampal dentate gyrus. Neurochem Int 1997; 31(2): 229-40.
Murphy TH, Miyamoto M, Sastre A, Schnaar RL, Coyle JT. Glutamate toxicity in a neuronal cell line involves inhibition of cystine transport leading to oxidative stress. Neuron 1989; 2(6): 1547-58.
Nicholls DG, Ward MW. Mitochondrial membrane potential and neuronal glutamate excitotoxicity: mortality and millivolts. Trends Neurosci 2000; 23(4): 166-74.
Mark LP, Prost RW, Ulmer JL, Smith MM, Daniels DL, Strottmann JM, et al. Pictorial review of glutamate excitotoxicity: fundamental concepts for neuroimaging. AJNR Am J Neuroradiol 2001; 22(10): 1813-24.
